Catalogo dei Corsi di studio

L'attività di Laboratory Rotation consiste in brevi attività di tirocinio, con modalità miste, per l’acquisizione dei 3 CFU necessari all’acquisizione dell’idoneità:

-       La prima modalità prevede la frequentazione di laboratori diversi specializzati in varie tematiche di ricerca e che utilizzano differenti approcci metodologici. Durante il tirocinio, lo studente seguirà il lavoro sperimentale che si svolge nella quotidianità dei diversi laboratori in cui ha scelto di intraprendere l’attività. La permanenza in ogni laboratorio dovrà essere di circa 12 ore (spalmate su più giorni) e dà diritto a 1 CFU; questi tirocini di laboratorio possono essere svolti presso Sapienza o enti esterni convenzionati;

-       Una seconda modalità prevede il riconoscimento di 1 CFU per colloqui riguardanti lo svolgimento di una ipotetica futura tesi sperimentale, con almeno 6 professori diversi e con i loro collaboratori di ricerca;

-       Una terza modalità prevede che venga riconosciuto 1 CFU per la partecipazione ai seminari della Biochemistry Webinar Series (BWS) organizzati nei periodi ottobre-novembre e febbraio-maggio da James Sturgis (Aix-Marseille University); anche la partecipazione ad altri seminari può essere presa in considerazione ma deve essere preventivamente concordata con il docente verbalizzante;

-       Una quarta modalità prevede il riconoscimento di 3 CFU per la partecipazione ad un Blended Intensive Programme (BIP) di CIVIS; anche la partecipazione a una eventuale Summer School diversa dal BIP può essere presa in considerazione ma deve essere preventivamente concordata con il docente verbalizzante;

Nel loro insieme, lo scopo di queste attività è quello di far acquisire agli studenti e alle studentesse gli elementi fondamentali per una scelta consapevole della tematica e della tipologia del laboratorio in si cui intenderà svolgere la tesi sperimentale. Si consiglia fortemente che la selezione delle diverse modalità per l’acquisizione dei 3 CFU totali venga preventivamente concordata con il docente verbalizzante.

CONTENUTI DEL CORSO
Il corso si articolerà in una prima parte dedicata allo studio delle proprietà, della struttura e della funzione delle macromolecole biologiche. Nella seconda parte saranno prese in esame le principali metodologie utilizzate nel laboratorio biochimico. Lo studio teorico dei metodi sperimentali sarà affiancato da esercitazioni in classe, con proiezione e discussione di video e calcoli numerici, e da esperienze pratiche in laboratorio. L’ultima parte del corso sarà dedicata ai principi, ai meccanismi e alla regolazione del metabolismo cellulare.

PARTE 1: Le macromolecole biologiche
Proteine. Proprietà dell’acqua, pH, tamponi. Amminoacidi e legame peptidico.  Struttura e funzione delle proteine. Livelli strutturali. Proteine fibrose e globulari. Ripiegamento e denaturazione delle proteine. Proprietà dinamiche delle proteine. 
Mioglobina ed emoglobina. Ruolo fisiologico. Struttura terziaria e quaternaria. Cooperatività del legame con l’ossigeno. Modelli allosterici concertato e sequenziale. Effetto Bohr ed effettori allosterici. Emoglobine patologiche e malattie molecolari.
Enzimologia. Caratteristiche generali degli enzimi. Teoria generale della catalisi enzimatica. Cinetica enzimatica. Meccanismi d’inibizione reversibile. Meccanismi di catalisi enzimatica. Ruolo di vitamine e coenzimi nella catalisi. Regolazione dell’attività enzimatica. 
Lipidi. Struttura e funzione. Membrane biologiche. Vitamine liposolubili. 
Glucidi. Struttura e funzione. Disaccaridi e polisaccaridi. Glicoproteine. 
Acidi nucleici. Struttura delle basi puriniche e pirimidiniche, dei nucleosidi e dei nucleotidi. 

PARTE 2: Le metodologie biochimiche.
Metodologie biochimiche. Strategie di purificazione delle proteine. Dosaggio delle proteine. Tecniche cromatografiche ed elettroforetiche. Spettrometria di massa. Dosaggio degli enzimi. Tecniche per determinare la struttura primaria e la struttura tridimensionale delle proteine. 

PARTE 3: Il metabolismo.
Aspetti generali del metabolismo. Principi fondamentali della termodinamica applicati ai sistemi biologici. Ruolo dell’ATP e dei composti ad alta energia nel metabolismo energetico. Trasportatori di elettroni. Reazioni di ossidoriduzione. Meccanismi di regolazione metabolica.

Vie metaboliche e loro regolazione. Glicolisi, fermentazione alcolica e omolattica. Via dei pentosi fosfato. Gluconeogenesi. Ciclo di Cori. Metabolismo del glicogeno. Piruvato deidrogenasi. Ciclo degli acidi tricarbossilici. Ciclo del gliossilato. Degradazione e sintesi degli acidi grassi. Corpi chetonici. Sintesi del colesterolo. Metabolismo dell’azoto proteico e degradazione degli amminoacidi. Ciclo glucosio-alanina. Ciclo dell’urea. Trasportatori di unità monocarboniose. Catena di trasporto degli elettroni. Fosforilazione ossidativa. Sistemi navetta malato-aspartato e glicerofosfato. Regolazione ormonale e trasduzione del segnale.

Il corso è composto di due moduli integrati (Molecular Biology Techniques and Protein Purification and Characterization). Il programma del corso è da considerarsi unico.
Il corso si articolerà in due parti, una teorica e una sperimentale. La prima parte, che si terrà in aula con lezioni frontali sarà dedicata allo studio delle principali metodologie e tecniche utilizzate nei laboratori di biochimica e biologia molecolare. Nella seconda parte, che si terrà in laboratori didattici, verranno svolti esperimenti che riguardano gli argomenti trattati a lezione.

Argomenti delle lezioni: 
•    Approccio generale alla ricerca biochimica. La filosofia dell’esperimento. Metodo scientifico induttivo e deduttivo. Approccio top-down e bottom-up. Metodo riduzionistico vs. olistico. La scelta degli approcci 
        sperimentali, il setup dell’esperimento.
•    I sistemi tampone. Le soluzioni. Le diluizioni.
•    Modelli in vivo e in vitro. I controlli positivi e negativi. Saggi e dosaggi. Le curve standard.
•    Accuratezza e precisione. Gli errori sperimentali e gli sbagli. La statistica e le indeterminazioni. Tecniche analitiche vs. tecniche preparative.
•    Colture cellulari batteriche e eucariotiche.
•    Metodologie del DNA ricombinante. Disegno dei primer, PCR, restrizioni, ligazioni, trasformazione di cellule competenti.
•    Estrazione di DNA plasmidico da colture batteriche. Estrazione di DNA genomico.
•    Estrazione di RNA. Retrotrascrizione di RNA in DNA (cDNA). Analisi dei livelli di trascrizione.
•    Gene editing mediante la tecnica CRISPR/Cas9.
•    Biomarker. Southern, Northern, Western blot. Real time-PCR.
•    Immunochimica. Saggi ELISA e immunoistochimici.
•    Metodologie per l'espressione di proteine ricombinanti.
•    Frazionamento cellulare e purificazione delle macromolecole.
•    Tecniche di centrifugazione e metodi basati sulla solubilità.
•    Tecniche cromatografiche. Tecniche elettroforetiche.
•    Cinetica enzimatica. Saggi enzimatici. Applicazione delle tecniche enzimatiche.
•    Struttura e caratterizzazione delle proteine. Interazione tra macromolecole. Legame proteina-ligando.
•    Tecniche spettrofotometriche, dicroismo circolare e calorimetria. Misurazione della costante di dissociazione.
•    Cristallizzazione di proteine e cristallografia.
•    Uso di internet nella ricerca biochimica.

Argomenti delle esercitazioni: gli argomenti delle esercitazioni potranno variare leggermente dallo schema riportato in seguito a seconda dell’esito dei vari esperimenti.
•    Uso di internet nella ricerca biochimica.
•    Clonaggio di cDNA in vettori di espressione.
•    Purificazione di proteine ricombinanti.
•    Caratterizzazione di una proteina purificata dal punto di vista strutturale e funzionale.
•    Targeting genico mediante CRISPR/Cas9 (progettazione dei costrutti mediante software online; preparazione dei costrutti e clonaggio direzionale in vettori; analisi dei vettori ricombinanti) 

Le esercitazioni di laboratorio sono da considerarsi obbligatorie