L’insegnamento prevede 6 CFU, quindi 48 ore di didattica frontale suddivise in due MODULI (MODULO I 3 CFU e MODULO II 3 CFU, rispettivamente di 24 e 24 ore). MODULO I (24 ORE) La prima parte del corso si propone di fornire allo studente una conoscenza generale del contenuto dei genomi di diversi organismi e di come in vari sistemi modello le moderne metodologie alla base della genomica funzionale possano essere applicate nella ricerca di base e applicata. Genomica strutturale (6 ore). Contenuto e paradossi del genoma: il valore C. Uso della sequenza genomica per mappare un gene: mappe fisiche, genetiche, citologiche e di sequenza. Uso dei marcatori molecolari (SNPs, SSR, FISH). Assemblaggio delle sequenze e annotazione del genoma. Cenni di genomica comparativa. Genomica Funzionale (12 ore) Sistemi Modello: vantaggi e svantaggi. Drosophila melanogaster, Caenorhabditis elegans, Danio rerio e Mus musculus: ciclo vitale, sviluppo e anatomia. Strategie per la generazione di individui mutanti o transgenici nei vari sistemi modello. Screen genetici e modifier screen. Targeted mutagenesis. Gene targeting e ricombinazione omologa. Metodi di identificazione del gene mutato (gene cloning). Uso delle colture cellulari di mammifero e d’insetto in genomica funzionale. Genome-wide RNAi screen nei vari sistemi modello. Genome editing: genome-wide CRISPR screen in modelli di topo. CRISP/Cas9 per la delezione genica tessuto specifica in Zebrafish. La Drosophila come strumento per scoprire e studiare geni malattia umani. Risorse web per la ricerca e l’analisi di sequenze (6 ore). Flybase, Wormbase, The Zebrafish Model Organism Database (ZFIN). MODULO II (24 ORE) La prima parte del corso è un’introduzione alla Genomica e si propone di fornire allo studente una conoscenza delle tematiche e delle metodologie alla base della genomica funzionale, della trascrittomica e della proteomica e all'utilizzo pratico di queste nella ricerca di base e applicata. Genomica strutturale (12 ore). Evoluzione del concetto di gene, dalle teorie di Darwin sull’ereditarietà fino all’era Post-Genomica; il Progetto Genoma Umano. Il Progetto Encode. Principali tecnologie di sequenziamento del DNA (metodo Sanger, Maxam-Gilbert, BAC) e dei genomi. Il sequenziamento automatizzato. Next-Generation Sequencing (NGS). La tecnologia “Illumina”. Anatomia dei genomi, dimensioni del genoma e numero dei geni; il DNA non codificante (ncDNA). Principali tecnologie di sequenziamento dell’RNA. Il trascrittoma e l'analisi high-throughput dell'espressione genica; WET lab e DRYLAB per una tipica analisi di RNA-seq (FASTQ, PHRED quality score, FASTQC). Identificazione ed analisi di espressione differenziale di mRNA e RNA non codificanti (ncRNA). Approcci genetici e biochimici allo studio dell’interattoma. Il sistema del doppio ibrido di lievito. Immunoprecipitazione, co-immunoprecipitazione, tag proteici e saggi di pull-down. Studio delle interazioni di PROTEINE o RNA con la cromatina: i) la Chromatin Immunoprecipitation (ChIP) per lo studio del legame di fattori proteici con la cromatina e delle modificazioni istoniche e ii) la Chromatin Isolation by RNA Purification (ChIRP) per lo studio delle interazioni dell’RNA con la cromatina. Genomica funzionale (4 ore). Approcci di genetica “forward” e "reverse". RNA interference (RNAi). L’editing genomico: il sistema CRISPR/CAS9. Analisi funzionale di mRNA e RNA non codificanti (ncRNA) nei sistemi di differenziamento muscolari e neuronali (topo e uomo). Risorse web per la ricerca e l’analisi di sequenze (8 ore). Esercitazioni in aula informatizzata. Elaborazione ed interpretazione di dati genomici. Database biologici (primari, secondari, specializzati); Il formato FLAT; NCBI e risorse: accesso via Taxonomy, Gene; Protein Map Viewer, Pubmed e Pubmed MeSH. Entrez. Genome browsers (UCSC), Ensembl; DDBJ; UNIPROT. Il concetto di gene ontology (GO). TARGETSCAN e miRTARBASE.

Testi consigliati e Bibliografia di riferimento 1 testo a scelta tra i seguenti: Arthur M. Lesk 2009, “INTRODUZIONE ALLA GENOMICA”, Zanichelli Greg Gibson, Spencer V. Muse 2004, “INTRODUZIONE ALLA GENOMICA”, Zanichelli Tom Strachan, Judith Goodship, Patrick Chinnery 2016, “GENETICA E GENOMICA”, Zanichelli Per un immediato aggiornamento dei testi o del materiale didattico distribuito dal docente consultare la pagina web del corso: https://elearning2.uniroma1.it

L’insegnamento prevede 5,5+0,5 CFU, quindi 44 ore di didattica frontale e 6 di laboratorio didattico, suddivise in due MODULI (MODULO I 2+0,5 CFU e MODULO II 3 CFU, rispettivamente di 26 e 24 ore). MODULO I (26 ORE) La prima parte del corso si propone di fornire allo studente una conoscenza generale del contenuto dei genomi di diversi organismi e di come in vari sistemi modello le moderne metodologie alla base della genomica funzionale possano essere applicate nella ricerca di base e applicata. Genomica strutturale (6 ore). Contenuto e paradossi del genoma: il valore C. Uso della sequenza genomica per mappare un gene: mappe fisiche, genetiche, citologiche e di sequenza. Uso dei marcatori molecolari (SNPs, SSR, FISH). Assemblaggio delle sequenze e annotazione del genoma. Cenni di genomica comparativa. Genomica Funzionale (16 ore) Sistemi Modello: vantaggi e svantaggi. Drosophila melanogaster, Caenorhabditis elegans, Danio rerio e Mus musculus: ciclo vitale, sviluppo e anatomia. Strategie per la generazione di individui mutanti o transgenici nei vari sistemi modello. Screen genetici e modifier screen. Targeted mutagenesis. Gene targeting e ricombinazione omologa. Metodi di identificazione del gene mutato (gene cloning). Uso delle colture cellulari di mammifero e d’insetto in genomica funzionale. Genome-wide RNAi screen nei vari sistemi modello. Genome editing: genome-wide CRISPR screen in modelli di topo. CRISP/Cas9 per la delezione genica tessuto specifica in Zebrafish. La Drosophila come strumento per scoprire e studiare geni malattia umani. Risorse web per la ricerca e l’analisi di sequenze (2 ore). Flybase, Wormbase, The Zebrafish Model Organism Database (ZFIN). MODULO II (24 ORE) La seconda parte del corso si propone di fornire allo studente una conoscenza delle tematiche e delle metodologie alla base della genomica funzionale, della trascrittomica e della proteomica e all'utilizzo pratico di queste nella ricerca di base e applicata. Genomica strutturale (12 ore). Evoluzione del concetto di gene, dalle teorie di Darwin sull’ereditarietà fino all’era Post-Genomica; il Progetto Genoma Umano. Il Progetto Encode. Principali tecnologie di sequenziamento del DNA (metodo Sanger, Maxam-Gilbert, BAC) e dei genomi. Il sequenziamento automatizzato. Next-Generation Sequencing (NGS). La tecnologia “Illumina”. Anatomia dei genomi, dimensioni del genoma e numero dei geni; il DNA non codificante (ncDNA). Principali tecnologie di sequenziamento dell’RNA. Il trascrittoma e l'analisi high-throughput dell'espressione genica; WET lab e DRYLAB per una tipica analisi di RNA-seq (FASTQ, PHRED quality score, FASTQC). Identificazione ed analisi di espressione differenziale di mRNA e RNA non codificanti (ncRNA). Approcci genetici e biochimici allo studio dell’interattoma. Il sistema del doppio ibrido di lievito. Immunoprecipitazione, co-immunoprecipitazione, tag proteici e saggi di pull-down. Studio delle interazioni di PROTEINE o RNA con la cromatina: i) la Chromatin Immunoprecipitation (ChIP) per lo studio del legame di fattori proteici con la cromatina e delle modificazioni istoniche e ii) la Chromatin Isolation by RNA Purification (ChIRP) per lo studio delle interazioni dell’RNA con la cromatina. Genomica funzionale (4 ore). Approcci di genetica “forward” e "reverse". RNA interference (RNAi). L’editing genomico: il sistema CRISPR/CAS9. Analisi funzionale di mRNA e RNA non codificanti (ncRNA) nei sistemi di differenziamento muscolari e neuronali (topo e uomo). Risorse web per la ricerca e l’analisi di sequenze (8 ore). Esercitazioni in aula informatizzata. Elaborazione ed interpretazione di dati genomici. Database biologici (primari, secondari, specializzati); Il formato FLAT; NCBI e risorse: accesso via Taxonomy, Gene; Protein Map Viewer, Pubmed e Pubmed MeSH. Entrez. Genome browsers (UCSC), Ensembl; DDBJ; UNIPROT. Il concetto di gene ontology (GO). TARGETSCAN e miRTARBASE.

1 testo a scelta tra i seguenti: Arthur M. Lesk 2009, “INTRODUZIONE ALLA GENOMICA”, Zanichelli Greg Gibson, Spencer V. Muse 2004, “INTRODUZIONE ALLA GENOMICA”, Zanichelli Tom Strachan, Judith Goodship, Patrick Chinnery 2016, “GENETICA E GENOMICA”, Zanichelli Per un immediato aggiornamento dei testi o del materiale didattico distribuito dal docente consultare la pagina web del corso: https://elearning2.uniroma1.it